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Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 9595 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Die ordnungsgemäße Entwicklung und Funktion telenzephaler GABAerger Interneurone ist entscheidend für die Aufrechterhaltung des Gleichgewichts zwischen Erregung und Hemmung (E/I) in kortikalen Schaltkreisen. Glutamat trägt über N-Methyl-d-Aspartat-Rezeptoren (NMDARs) zur Entwicklung kortikaler Interneurone (CIN) bei. Die NMDAR-Aktivierung erfordert die Bindung eines Co-Agonisten, entweder Glycin oder D-Serin. D-Serin (Co-Agonist an vielen reifen Synapsen des Vorderhirns) wird durch das neuronale Enzym Serinracemase (SR) aus L-Serin racemisiert. Wir verwendeten konstitutive SR-Knockout-Mäuse (SR-/-), um die Auswirkung der Verfügbarkeit von D-Serin auf die Entwicklung von CINs und inhibitorischen Synapsen im prälimbischen Kortex (PrL) zu untersuchen. Wir fanden heraus, dass die meisten unreifen Lhx6 + CINs SR und die obligatorische NMDAR-Untereinheit NR1 exprimierten. Am Embryonaltag 15 wiesen SR−/− Mäuse eine Ansammlung von GABA und eine erhöhte mitotische Proliferation in der ganglionären Eminenz sowie weniger Gad1 + (Glutaminsäuredecarboxylase 67 kDa; GAD67) Zellen im E18-Neokortex auf. Lhx6+-Zellen entwickeln sich zu Parvalbumin- (PV+) und Somatostatin-CINs (Sst+). Im PrL von Postnatal Day (PND) 16 SR−/− Mäusen gab es eine signifikante Abnahme der GAD67+- und PV+-, nicht jedoch der SST + CIN-Dichte, was mit verringerten inhibitorischen postsynaptischen Potentialen in Pyramidenneuronen der Schicht 2/3 verbunden war. Diese Ergebnisse zeigen, dass die Verfügbarkeit von D-Serin für die pränatale CIN-Entwicklung und die postnatale Reifung des kortikalen Schaltkreises von entscheidender Bedeutung ist.

Kortikale Interneurone (CINs), die aus der ventralen medialen ganglionären Eminenz (MGE) stammen, prägen verschiedene Aspekte der Reifung kortikaler Schaltkreise während der Entwicklung und halten das kortikale exzitatorisch-inhibitorische (E/I)-Gleichgewicht auf1,2,3. Durch die Aufrechterhaltung des E/I-Gleichgewichts sind CINs entscheidend für die Förderung einer effizienten Informationsverarbeitung und höherer kognitiver Funktionen1,2,3. Die Identität und Anzahl der für die Signalverarbeitung relevanten CINs unterscheiden sich je nach räumlicher und zeitlicher Kontrolle der aus dem MGE stammenden Vorläuferzellen. CINs, die aus dem MGE wandern, reifen und bilden schließlich Verbindungen mit erregenden Pyramidenneuronen im Neokortex.

Ein Großteil des Fortschritts beim Verständnis, wie das MGE CIN-Subtypen erzeugt, ist auf intrinsische genetische Programme zurückzuführen, die durch spezifische Transkriptionsfaktoren gesteuert werden, darunter Lhx-6, einen LIM-Homöodomänen-Transkriptionsfaktor4,5,6. Lhx6 ist ein Hauptregulator von MGE-abgeleiteten CINs und Hippocampus-Interneuronen (HINs) und sowohl notwendig als auch ausreichend für die tangentiale Migration der meisten CINs aus dem MGE und die Differenzierung und Positionierung dieser CINs in bestimmten kortikalen Schichten5, 7. Lhx6 +-Zellen differenzieren hauptsächlich in die Interneuron-Subtypen Parvalbumin (PV) und Somatostatin (Sst)5, 8. Der pränatale Verlust von Lhx6 führt zu drastisch weniger PV+- und Sst+-Interneuronen im Neocortex und Hippocampus5. Dies führt zu weniger spontanen inhibitorischen postsynaptischen Strömen im Gyrus dentatus, was zu einer verminderten Hemmung führt. Die bedingte Löschung von Lhx6 im Erwachsenenalter hat jedoch keinen Einfluss auf die Anzahl der PV + CINs und hat keinen Einfluss auf deren morphologische und physiologische Eigenschaften9.

Neben Transkriptionsfaktoren wie Lhx6 beeinflussen auch intrazelluläre und extrazelluläre Signale die Interneuronzahlen10. Es gibt zunehmend Hinweise darauf, dass die Aktivierung ionotroper N-Methyl-d-Aspartat-Rezeptoren (NMDARs) zur CIN-Entwicklung beiträgt. Vor der Synaptogenese stellen NMDARs, die sich auf migrierenden INs befinden, eine entscheidende Quelle für den Ca2+-Eintrag dar.11, 12. NMDARs auf unreifen und migrierenden MGE-abgeleiteten Vorläufern regulieren die Reifung von PV+- und Sst + CINs zu jugendlichen und jugendlichen Zeitpunkten13. NMDARs sind einzigartig, da sie zum Öffnen die Bindung eines Co-Agonisten, D-Serin oder Glycin, erfordern. D-Serin wird durch das neuronale Enzym Serinracemase (SR)14 aus L-Serin racemisiert und ist der primäre Co-Agonist, der für die synaptische NMDAR-Aktivität und NMDAR-abhängige Plastizität an vielen reifen Vorderhirnsynapsen erforderlich ist15,16,17. Unsere jüngste Arbeit unterstützt einen neuartigen autokrinen Modus von synaptischem D-Serin und zeigt, dass SR in den postsynaptischen, aber nicht in den präsynaptischen Regionen erregender Synapsen an glutamatergen und inhibitorischen kortikalen Neuronen lokalisiert ist18, 19.

Hier untersuchten wir, ob D-Serin die CIN-Entwicklung reguliert, indem wir ein transgenes Mausmodell ohne SR (SR−/−)14 verwendeten. Erstens zeigen wir, dass die D-Serin-Spiegel im Gehirn embryonaler Mäuse den frühen postnatalen Zeitpunkten bei Mäusen ähneln20, mit weitverbreiteter SR und der obligatorischen Expression der NMDAR-Untereinheit (GluN1) in Lhx6+-Zellen während der Embryonal- und Jugendentwicklung. Im Vergleich zu WT-Mäusen stellen wir fest, dass konstitutive SR-/--Mäuse während der Embryonalentwicklung eine verringerte GABA-Immunreaktivität und weniger neokortikale Glutaminsäure-Decarboxylase-67-kDa-Zellen (GAD67; Gad1+) im Neokortex aufweisen. Die Entwicklungsstörung von CINs in SR–/– Mäusen bleibt postnatal bestehen, da SR–/– Mäuse am 16. postnatalen Tag (PND) weniger GAD67+ und PV + prälimbische (PrL) Interneurone haben als WT-Mäuse. Wir beobachten auch eine signifikante Verringerung der Hemmung Synapsen auf PrL-Pyramidenneuronen der Schicht 2/3 in PND16 SR−/− Mäusen, wodurch das E/I-Gleichgewicht erhöht wird. Darüber hinaus beobachteten wir einen Anstieg der intrinsischen Erregbarkeit von PrL-Pyramidenneuronen der Schicht 2/3. Diese Ergebnisse liefern Hinweise darauf, dass die Produktion, Verteilung und Organisation von CINs bei SR−/− Mäusen gestört ist, was zu Veränderungen im E/I-Gleichgewicht zu frühen postnatalen Zeitpunkten führt.

Um die Wirkung von D-Serin auf die CIN-Linie zu bestimmen, haben wir die Expression von SR (Srr) und der obligatorischen NMDAR-Untereinheit GluN1 (Grin1) in Zellen quantifiziert, die Lhx6 exprimieren (Abb. 1A – E). Mithilfe der Multiplex-Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung zeigen wir, dass nahezu alle Lhx6 + INs Srr und Grin1 während der pränatalen und frühen postnatalen Phase exprimieren (Abb. 1A – B). Die umrissenen Zellen in der Zwischenzone (IZ) bei E16 (Abb. 1A) zeigen die Koexpression von Lhx6-, Srr- und Grin1-mRNA. Abbildung 1A,C zeigt, dass 89 % bzw. 73 % der Zellen bei E16 im IZ Lhx6+/Srr+ bzw. Lhx6+/Srr+/Grin1+ sind. Wir beobachteten auch einen zeitlichen Anstieg der Koexpression von Lhx6+/Srr+/Grin1+-Zellen bei PND9 (74 %) und 16 (95 %) im PrL (Abb. 1B, D, E). Wir zeigen, dass die D-Serin- und L-Serin-Spiegel im E15-Vorderhirn (Abb. 1G) den in der ersten postnatalen Woche beobachteten Werten entsprechen20. Darüber hinaus ist D-Serin in wandernden Interneuronen des sich entwickelnden Neokortex angereichert (Abb. 1H – I).

Srr-Expression in Lhx6 + kortikalen Interneuron-Vorläufern. (A–C) mRNA für SR (Srr; Magenta) und GluN1 (Grin1; Cyan) wird am 16. Embryonaltag (E16; mediale ganglionäre Eminenz (MGE), Zwischenzone (IZ) stark in Lhx6 + intermediären Interneuronzellen (grün) exprimiert ), kortikale Platte (CP)). (D) Das Kreisdiagramm stellt den Prozentsatz der Lhx6 + -Zellen dar, die Srr und Srr/Grin1 in E16 IZ ausdrücken (n = 3; zwei Abschnitte pro Tier). (E) SR- und Grin 1-mRNA-Expression am 9. postnatalen Tag (PND9) PrL (F) Kreisdiagramm stellt den Prozentsatz der Lhx6+-Zellen dar, die Srr und Grin1 in PND9 und PND16 PrL exprimieren (n = 2; zwei Abschnitte pro Tier). (G) Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC)-Analyse, die den L-Serin- und D-Serin-Gehalt im E15-Vorderhirngewebe zeigt (n = 6–10). (H) Keine Immunreaktivität, wenn nur D-Serin-Antikörper ausgeschlossen werden. (I) Starke D-Serin-Immunreaktivität (braun) im IZ-Migrationsstrom im E15-Vorderhirn. Maßstabsleiste = 100 oder 20 µm (H–I) und 10 oder 25 µm (A–B). N = Balken stellen den Mittelwert ± SEM dar.

Angesichts der weit verbreiteten Expression von SR und GluN1 in embryonalen Lhx6+-Zellen versuchten wir als nächstes herauszufinden, ob die genetische Eliminierung von SR und die damit verbundene Reduzierung von D-Serin die IN-Entwicklung und die Menge an GABAergen Neuronen in jugendlichen Mäusen verändern würde. Da die kortikalen Interneuron-Vorläuferzellen aus der ventralen ganglionären Eminenz stammen, verwendeten wir die Immunreaktivität von GABA und Phospho-Histon3 (p-H3; postmitotischer Marker), um zu bestimmen, ob es Veränderungen in der Verteilung der Vorläufer im GE gibt. Im Vergleich zum WT weisen SR-/−-Vorderhirne eine starke Anreicherung von GABA auf (Abb. 2A, B) und einen signifikanten Anstieg von p-H3 in der ganglionären Eminenz bei E15 (t4 = 3,63, p = 0,022; Abb. 2C–E). . GABA-Immunreaktivität bei E15 im IZ (Abb. 2A, B) und Gad1-mRNA bei E18 (Abb. 2F) im frontalen Kortex wurden verwendet, um unreife INs im WT- und SR-/-Neokortex sichtbar zu machen. Wir zeigen eine deutlich verringerte GABA-Immunreaktivität im Neokortex von SR−/− Mäusen (Abb. 2A, B). Wir fanden außerdem heraus, dass die Anzahl der Gad1+-Zellen im SR-/−-Kortex bei E18 im Vergleich zu WT-Mäusen um 20 % reduziert war (t6 = 2,67, p = 0,037; Abb. 2G). Während eine funktionelle Beeinträchtigung GABAerger CINs als einer der Hauptfaktoren für das E/I-Ungleichgewicht bei verschiedenen psychiatrischen Erkrankungen vorgeschlagen wurde, richtete sich die meiste Aufmerksamkeit auf die Dysfunktion von PV + GABAergen INs. Bei PND16 fanden wir eine etwa 30-prozentige Reduktion sowohl der GAD67+- als auch der PV+-Zellen im PrL von SR−/−-Mäusen über alle kortikalen Schichten hinweg (Gesamt-Gad67: t9 = 2,43, p = 0,038; PV: t8 = 3,23, p = 0,012). ; Abb. 3A–C, Tabelle 1). Es gab keine signifikante Verringerung der Anzahl von Sst+-Zellen im PrL von SR−/−-Mäusen (Gesamt-SST t7 = 0,42, p = 0,687, Abb. 3A–C, Tabelle 1). Angesichts der Tatsache, dass die Hälfte aller Neuronen des Hippocampus aus dem MGE stammen, beobachteten wir auch eine signifikante Verringerung der Gad67+-, PV+- und SST+-Zellen im Hippocampus (ergänzende Abbildung 1). Sowohl im PrL als auch im Hippocampus (ergänzende Abbildung 2A, B) fanden wir am 29. postnatalen Tag keine nennenswerte Variation der PV + -Dichte zwischen SR −/− und WT.

Weniger unreife CINs im embryonalen SR−/− Kortex. Die Bilder zeigen eine dramatische Verringerung der GABA-Immunfluoreszenz (grün) in der ganglionären Eminenz (GE), der Zwischenzone (IZ) und dem Neokortex (weiße Pfeile, (A, B) und eine erhöhte mitotische Phospho-H3-Expression (Cyan) (C, D) im SR-/-E15-Vorderhirn im Vergleich zum WT. (E) Quantifizierung der prozentualen Fläche von Phospho-H3-positiven Zellen in der ventrikulären Zone (VZ) und subventrikulären Zone (SVZ) innerhalb des GE. (n = 3–4) . Maßstabsbalken – 50 µM. (F) In-situ-Hybridisierung, die die Gad1-mRNA-Expression in WT (Fi) und SR−/− (Fii) E18-Neokortex zeigt. (WT-schwarz, SR-/−-magenta). Die Daten stellen Mittelwerte ± dar SEM. Ungepaarter t-Test *p < 0,05. V – Ventrikel. Maßstabsleiste – 50 µM (A, B) 100 µM; und 50 µM (F) 100 µM; Fi & ii – 50 µM.

Die GAD67+- und PV+-Zelldichten sind im PrL juveniler SR−/−-Mäuse verringert. Glutaminsäuredecarboxylase (Gad67; Magenta), Parvalbumin (PV; Grün), Somatostatin (Sst; Cyan) Immunfärbung aus PND16 PrL. (A) WT, (B) SR−/− (C) Quantifizierung der Zelldichten von Gad67+, PV+, SST+ in WT (schwarz) und SR−/− (magenta) PND16 PrL-Kortikalisschichten. Die Daten stellen Mittelwerte ± SEM dar. (n = 4–6). Test für ungepaarte Schüler. *p < 0,05 (Maßstabsbalken – 100 µM).

Da SR−/−-Mäuse weniger PV + CINs im PrL aufwiesen, untersuchten wir die Eigenschaften der erregenden synaptischen Übertragung in Schicht 2/3 PrL von WT- und SR−/−-Mäusen (Abb. 4A). Wir haben zusammengesetzte PSPs unter Verwendung von Ganzzell-Stromklemmen bei einem Haltepotential von –60 mV mit Strominjektion bei oberflächlicher Stimulation der Schicht 5 aufgezeichnet. Für dieses Experiment wurde die Spitzendepolarisation des PSP auf ungefähr 5 mV (WT: 5,20 ± 0,18 mV, n = 15; SR−/−: 5,11 ± 0,08, n = 19, t32 = 0,52, p = 0,605) eingestellt Ziehen Sie die hemmende Komponente zusammengesetzter PSPs heraus (Abb. 4A). Wir fanden eine signifikante Verringerung der IPSP-Komponente der Verbindung EPSP/IPSP (Abb. 4B, maximale IPSP-Amplitude, t32 = 4,04 p < 0,001). Die Abnahme der IPSP-Amplitude führte zu einem erhöhten E/I-Verhältnis (Abb. 4C; E/I-Verhältnis, t32 = 3,84, p < 0,001). Diese Ergebnisse legen nahe, dass eine selektive GABAerge Beeinträchtigung bei SR−/− Mäusen zu einer Erhöhung des E/I-Gleichgewichts führt.

Erhöhtes Erregungs-/Hemmungsverhältnis (E/I) und verbesserte intrinsische Erregbarkeit von Pyramidenneuronen in juvenilen Pyramidenneuronen der SR−/− PrL-Schicht 2/3. (A) Die Bilder zeigen die aufgezeichnete PrL-Schicht 2/3 und die zusammengesetzten postsynaptischen Potentiale (PSP) von Pyramidenneuronen der PrL-Schicht 2/3, die durch oberflächliche Pyramidenstimulation der Schicht 5 in Abwesenheit von synaptischen Blockern bei einem Haltepotential von –60 mV hervorgerufen wurden . Die gestrichelte Linie zeigt die Grundlinie an; Maßstabsbalken: 2 mV, 200 ms. Balkendiagramme zeigen (B). E/I-Verhältnis berechnet anhand der Spitzenamplituden der Depolarisation („EPSP“) und Hyperpolarisation („IPSP“). (C) Maximale Hyperpolarisationsamplitude ("IPSP") in den 600 ms nach dem Reiz. (n = 4; 15–19 Zellen/Genotyp; WT – Schwarz und SR–/– – Magenta). (D) Probenspuren für 0, − 100, − 200, + 100 und + 200 pA Stromschritte für WT, SR−/− und WT plus Picrotoxin (GABAA-Rezeptorantagonist). Maßstabsbalken: 50 mV, 100 ms. (E) Die durch somatische Strominjektion induzierte Depolarisation führt zu einem Anstieg der Anzahl von APs in den SR−/− im Vergleich zu WT-Zellen (n = 4; 15–19 Zellen/Genotyp). Zusammenfassendes Diagramm von (F) Rheobase und (G) Ruhemembranpotential (Rm) (n = 4 Mäuse; 15–19 Zellen/Genotyp; WT – schwarz, SR–/– – magenta, WT plus Picrotoxin – lila). Die Daten stellen Mittelwerte ± SEM dar. T-Test für ungepaarte Schüler. *p < 0,05. ***p < 0,001.

Als nächstes analysierten wir die Anzahl der Spitzen, die während 500-ms-Schritten somatisch injizierten Stroms hervorgerufen wurden, und stellten einen signifikanten Anstieg der intrinsischen Erregbarkeit von PrL-Pyramidenzellen der Schicht 2/3 bei SR-/--Mäusen im Vergleich zu WT-Mäusen fest (Abb. 4D, E ). Diese erhöhte intrinsische Erregbarkeit war mit einer signifikanten Abnahme der Rheobase verbunden (WT: 64,3 ± 6,2 pA, n = 17; SR−/−: 37,7 ± 3,9 pA, n = 18, t33 = 3,68, p < 0,001), tat dies jedoch keinen Einfluss auf das Ruhemembranpotential oder die Aktionspotentialschwelle (Abb. 4F, G, Tabelle 2). Das Ausmaß der erhöhten intrinsischen Erregbarkeit von SR-/-Mäusen wurde bei WT-Mäusen durch Zugabe des GABAA-Rezeptorantagonisten Picrotoxin nachgeahmt (Abb. 4F), was darauf hindeutet, dass eine verringerte tonische Hemmung zum erhöhten Feuern von SR-/-Neuronen beitrug. Zusammengenommen legen diese Daten nahe, dass eine Verringerung des inhibitorischen Inputs auf PrL-Pyramidenneuronen der Schicht 2/3 in SR−/−-Mäusen das E/I-Gleichgewicht erhöht, was zu einer verbesserten synaptisch gesteuerten neuronalen Erregbarkeit führt.

Die in dieser Studie präsentierten Ergebnisse zeigen, dass unreife Lhx6 + CINs, die aus dem MGE stammen, Grin1- und Srr-mRNA robust exprimieren. Wir zeigen, dass D-Serin entscheidend ist für (1) die richtige Verteilung von CINs während der Embryonalentwicklung und (2) die Aufrechterhaltung der richtigen Dichte von PV + CINs im juvenilen PrL und Hippocampus. Dieser CIN-Mangel bei PND16 SR-/-Mäusen war mit einer gestörten Hemmung der Pyramidenneuronen und einem erhöhten Feuern von Schicht 2/3 der PrL-Pyramidenneuronen verbunden. Insgesamt legen unsere Daten nahe, dass SR, das zu den untersuchten Zeitpunkten stark in CINs ausgedrückt wird, für die Regulierung der CIN-Entwicklung, -Reifung und des präfrontalen (E/I)-Gleichgewichts wichtig ist.

Unsere Ergebnisse bei embryonalen SR-/-Mäusen stimmen mit früheren Studien überein, die darauf hindeuten, dass die NMDAR-Aktivierung für die Aufrechterhaltung der MGE-abgeleiteten IN-Produktion, Migration, Morphologie und synaptischen Konnektivität wichtig ist. Beispielsweise erhöhte die Behandlung von E16-Rattenhirnschnitten mit NMDA in Abwesenheit von Mg2+ den Ca2+-Einstrom in migrierende CINs im IZ12. NMDARs werden bei E1521, 22 exprimiert und aktiv, was mit dem zweiten und prominenteren Strom von INs zusammenfällt, hauptsächlich von MGE, die über IZ23 schnell in den Neokortex wandern. Wir zeigen, dass D-Serin auch im IZ bei E15 exprimiert wird und dass die Eliminierung von D-Serin zu einer Verringerung von GABA im Migrationsstrom führt (Abb. 2A – B). Wir beobachteten einen Anstieg der Proliferation in der Eminenz von SR-/-Mäusen, was den Ergebnissen ähnelt, die in Zellmodellen mit entweder genetischen Mutationen von Grin2B oder der Verabreichung eines kompetitiven NMDAR-Antagonisten berichtet wurden24. Die Reduzierung der Grin2B-mRNA um 50 % oder die Behandlung mit (2-Amino-5-phosphonovalerat (APV; NMDAR-Antagonist) und Ifenprodil (GluN2B-Antagonist) erhöhte die Proliferation menschlicher neuronaler Vorläuferzellen24. Schließlich unterstützt D-Serin, das von primär kultivierten NSCs produziert wird seine Proliferation und neuronale Differenzierung. 25. Insgesamt legen diese Studien nahe, dass die konstitutive SR-Eliminierung einer embryonalen NMDAR-Unterfunktion ähnelt und die pränatale IN-Entwicklung stört.

Wir zeigen hier, dass die D-Serin-Reduktion zu einer 30-prozentigen Verringerung der PV + CIN-Dichte führt, das E/I-Verhältnis erhöht und das Abfeuern von PrL-Pyramidenneuronen bei PND16 bewirkt (Abb. 3), was die Hypothese stützt, dass PV + CINs dafür essentiell sind Aufrechterhaltung des E/I-Verhältnisses. Unsere Ergebnisse werden auch durch Studien gestützt, die zeigen, dass die Aktivierung von PV + CINs im mPFC E/I-Ungleichgewicht und soziale Defizite behebt2. Darüber hinaus reichte eine 25-prozentige Reduzierung der PV-CIN-Dichte bei Erwachsenen im PFC aus, um die lokale GABAerge Übertragung auf Pyramidenneuronen zu reduzieren, das präfrontale E/I-Gleichgewicht zu stören und die Verarbeitung afferenter Informationen aus dem ventralen Hippocampus zu verändern26. Obwohl wir bei PND29 keine Änderungen der PV+-Zelldichte beobachtet haben (ergänzende Abbildung 2A), können wir Änderungen der PV-Funktion nicht ausschließen. Frühere Studien haben gezeigt, dass der selektive Abbau der NMDAR-Untereinheit GluN1 im mPFC PV+ Interneuron dessen intrinsische Erregbarkeit verringert27. Darüber hinaus zeigten erwachsene SR-Knockout-Mäuse keine Veränderungen der PV-Dichte im prälimbischen Kortex28. Allerdings zeigten diese Mäuse eine verringerte Präferenz für soziale Neuheiten und eine verringerte soziale Untersuchung – Gamma-Oszillation im frontalen Kortex, der von PV kontrolliert wird29. Zusammenfassend deuten unsere Daten darauf hin, dass es zu einer Verzögerung bei der Reifung dieser PV+-Zellen im SR−/− PrL kommen könnte.

Es wurde postuliert, dass die NMDAR-Unterfunktion eine zentrale Rolle in der Pathophysiologie von neurologischen Entwicklungsstörungen spielt, die gemeinsame kognitive und soziale Defizite aufweisen30. Der Zeitpunkt und die Zelltypspezifität der NMDAR-Hypofunktion müssen jedoch weiter untersucht werden. Die bedingte genetische Eliminierung von GluN1 auf Nkx2.1+-Zellen (MGE-Grin1fl/fl) im MGE führt zu einer weit verbreiteten Herunterregulierung synaptischer Transkriptionsprogramme in den Subtypen PV+ und Sst + CIN bei PND20 und verringert die Anzahl der PV+-Neuronen im frontalen Kortex bei PND3013 . Darüber hinaus ist die NMDAR-Aktivierung während PND7-9 für die Aufrechterhaltung der inhibitorischen Synapsendichte bei PND7 und der synaptischen Aktivität von PND21-CINs31 von wesentlicher Bedeutung. Interessanterweise hatte die Deletion von Grin1 nach der Pubertät keinen Einfluss auf die IN-Dichte, die Feuerungsrate oder das synchrone Feuern kortikaler erregender Neuronen, was darauf hindeutet, dass eine frühe postnatale Hemmung der NMDAR-Aktivität auf INs für die Entwicklung der Pathologie wesentlich ist32. In einer Studie mit einem Mausmodell der Autismus-Spektrum-Störung (Neuroligin-3-R451C-Knockin-Mäuse) wurde festgestellt, dass d-Cycloserin (DCS, ein partieller Agonist, der an derselben Stelle wie D-Serin bindet) die PV-Dysfunktion verbessert27. Darüber hinaus führte die direkte Infusion von DCS in den mPFC während der Adoleszenz zu behobenen Defiziten bei der Präferenz für soziale Neuheiten bei Erwachsenen27. Weitere Untersuchungen sind erforderlich, um den Einfluss der Verabreichung von D-Serin im pränatalen und frühen postnatalen Stadium auf die PV+-Zelldichte zu ermitteln. Schließlich stimmen unsere Ergebnisse mit der Wirkung von GABAA-Rezeptorantagonisten auf Pyramidenneuronen überein (Abb. 4) und legen nahe, dass D-Serin für die PV-Entwicklung und -Aktivität im PrL von entscheidender Bedeutung ist.

Wir gehen davon aus, dass die Verfügbarkeit von D-Serin während der Entwicklung die PV- und SST-Neuronengruppen unterschiedlich beeinflussen kann und dass die regionalspezifische Diversität die selektive Anfälligkeit der PV+-Population erklären könnte, die wir im Kortex beobachten33. Erstens findet die Erzeugung von SST+-Neuronen im dorsalen MGE statt und erreicht ihren Höhepunkt bei E14,5. Andererseits entstehen PV+-Neuronen im ventralen MGE und erreichen ihr Maximum erst bei E15.533. Wir gehen davon aus, dass wir möglicherweise zu früheren Zeitpunkten Veränderungen in SST + -Neuronen im prälimbischen Kortex beobachten. Zweitens machen PV+-Interneuronen etwa 40–50 % der GABAergen Interneuronenpopulation im Neokortex aus, während SST+-Interneuronen 30 % der GABAergen Interneuronen ausmachen. Andererseits machen PV + Interneurone im Hippocampus 30 % der Bevölkerung aus, während SST + Interneurone 50 % der GABAergen Interneurone ausmachen33. Schließlich könnte es zu einer deutlichen Expression von NMDAR-Untereinheiten in neuronalen PV-Populationen im Vergleich zu SST-Neuronenpopulationen kommen, die zu diesen Zeiten unterschiedlich von der D-Serin-Verfügbarkeit beeinflusst werden34. Es wäre interessant zu untersuchen, ob es Veränderungen in anderen Interneuronpopulationen wie Calbindin+, Calretinin+, Neuropeptid Y (NPY)+, vasoaktivem Darmpeptid (VIP)+ und Cholecystokinin (CCK)+ Interneuronen gibt, die als Kompensationsmechanismen im SR dienen könnten −/− PrL.

Studien legen nahe, dass die NMDAR-Signalübertragung die von MGE abgeleiteten IN-Subtypen teilweise durch angeborene genetische Programme wie den Lhx6-Transkriptionsfaktor reguliert. Lhx6 führt zu PV- und SST-Zellen, die den PFC und den Hippocampus besiedeln. Unsere Ergebnisse werden durch scRNAseq- und Ribotag-seq-Daten von MGE-Grin1fl/fl-Mäusen gestützt, die eine signifikante Verringerung der Expression und Translation von Lhx6-mRNA und ihren nachgeschalteten Zielen in Hippocampus-IN-Subtypen und nicht in Cortex13 zeigen. In dieser Studie gab es bei PND20 Unterschiede in den PV- und SST-Subtyp-Clustern im Kortex im Vergleich zum Hippocampus. Interessanterweise hatte der Abbau von Lhx6 im Hippocampus bei Erwachsenen keinen Einfluss auf die PV-Dichte und das Feuern, was darauf hindeutet, dass die Lhx6-Aktivität während der Entwicklung für die Expression und Funktion des IN-Subtyps von wesentlicher Bedeutung ist9. Obwohl wir keine Veränderungen in der Lhx6-mRNA im E17 SR-/−-Vorderhirn beobachteten (Daten nicht gezeigt), können wir MGE-spezifische Veränderungen in der Expression und Aktivität oder Veränderungen in der postnatalen Expression von Lhx6 nicht ausschließen. Zukünftige Arbeiten sind erforderlich, um herauszufinden, wie die D-Serin- und NMDAR-Signalübertragung die Häufigkeit und Diversität innerhalb von PV/SST-Unterklassen und anderen IN-Untertypen reguliert, und um die Signalwege zu identifizieren, die der D-Serin- und NMDAR-Aktivierung nachgeschaltet sind.

Insgesamt zeigt unsere Studie, dass die Verfügbarkeit von D-Serin für die Interneuronzahl im Neokortex während der pränatalen Entwicklung und die ordnungsgemäße Reifung des Schaltkreises im PrL von entscheidender Bedeutung ist. Darüber hinaus zeigen wir, dass ein SR-Mangel zu einer GABAergen Dysfunktion durch einen Verlust GABAerger Synapsen führt. Zukünftige Studien werden auch darauf abzielen, den spezifischen Einfluss der SR-Deletion in CIN-Vorläuferzellen auf die Interneurondichte, inhibitorische Synapsen und das E/I-Gleichgewicht zu bestimmen. Die klinischen Implikationen dieser Ergebnisse bestehen darin, dass eine NMDAR-Unterfunktion aufgrund einer verringerten Verfügbarkeit von Co-Agonisten zur Pathophysiologie von neurologischen Entwicklungsstörungen beitragen kann, die durch eine IN-Dysfunktion gekennzeichnet sind.

Wir verwendeten C57BL6/J-Wildtyp (Jackson Lab) und heterozygot (SR+/−14;) für die Zucht in allen Experimenten. Für embryonale Experimente wurden SR+/− weibliche Mäuse entweder mit SR+/− oder WT-Männchen zeitgesteuert gepaart. Die zeitgesteuerte Paarung erfolgte Am Abend wurde begonnen, und weibliche Mäuse wurden am folgenden Morgen auf Vaginalstopfen untersucht. Der Embryonaltag 0 (E0) war der erste Tag, an dem ein Weibchen einen Vaginalstopfen präsentierte. Schwangere weibliche Mäuse wurden bis E14 in Gruppen gehalten und dann bis E14 einzeln gehalten Embryonenextraktion. Für postnatale Experimente wurden SR+/−-Weibchen nach der ersten Paarung eine Woche lang mit SR+/−- oder WT-Männchen belassen, bis 2 Wochen nach der ersten Paarung mit anderen trächtigen Muttertieren in Gruppen gehalten und dann bis zum Zeitpunkt der Paarung einzeln gehalten Sammlung von Jungtieren. Die Mäuse wurden in Polycarbonatkäfigen mit einem 12-stündigen Licht-/Dunkelzyklus gehalten und erhielten nach Belieben Zugang zu Futter und Wasser. Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des National Institutes of Health, den ARRIVE-Richtlinien und in Übereinstimmung mit den Richtlinien der National Institutes of Health durchgeführt Tierprotokolle, die vom McLean Hospital Institutional Animal Care and Use Committee und dem Institutional Care and Use Committee der University of California, Davis, genehmigt wurden.

Embryonale Gehirne, entnommen entweder bei E15 oder E18. Die Muttertiere wurden vor der Extraktion mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (100 mg/kg)/Xylazin (5 mg/kg) anästhesiert. Embryonale Gehirne wurden über Nacht in 4 % Paraformaldehyd (Electron Microscopy Sciences, Kat.-Nr. 19202) fixiert, in 20 % Saccharose überführt, bis die Gehirne auf den Boden sanken, und dann in 30 % Saccharose. Anschließend wurden die Gehirne auf Trockeneis eingefroren und bei –80 °C gelagert. Alle Embryonen wurden genotypisiert und für embryonale Experimente wurden sowohl männliche als auch weibliche Gehirne verwendet. Embryonale Kryostatschnitte (14 und 20 μm) wurden direkt auf Glasobjektträger geklebt und bei – 80 °C gelagert.

Am 9. und 16. postnatalen Tag (PND) wurden männliche Mäuse mit Isofluran, das in einer kleinen Kammer verabreicht wurde, tief anästhesiert und dann kurz intrakardial mit kaltem 1 × PBS (0,5 M PB, NaCl, pH 7,4) perfundiert, gefolgt von 4 % Paraformaldehyd (Electron). Microscopy Sciences, Kat.-Nr. 19202) und dann in 30 % Saccharose/PBS bei 4 °C kryogeschützt. Für die In-situ-Hybridisierung wurden Gehirne bei 14 μm geschnitten und direkt auf Glasobjektträger geklebt, die bei –80 °C gelagert wurden. Für die Immunfluoreszenzfärbung wurden mit einem Leica SM 2010R-Mikrotom Schnitte bei 30 μm geschnitten und schwimmende Gehirnschnitte in einer Kryoschutzmittellösung (Ethylenglykol, Glycerin, 0,5 M PB, NaCl, KCl, in dH20) bei –20 °C gelagert.

Für die RNAscope-In-situ-Hybridisierung wurden 14 µm dicke Schnitte vom Embryonaltag (16. und 18. Tag) und vom Postnataltag (9. und 16. Tag) aus Gehirnen von WT- oder SR-/-Mäusen verwendet. Für postnatale Experimente wurden ausschließlich männliche Gehirne verwendet. RNAscope wurde mit dem RNA Scope Fluorescent Multiplex 2.5-Markierungskit (ACD Bio, Kat.-Nr. PN323110) gemäß den Herstellerangaben (ACD Bioscience) durchgeführt. Die folgenden Sonden wurden verwendet: mm-Srr-01-c2 (Kat.-Nr. 486271-c2), mm-Grin1-c3 (Kat.-Nr. 431611), mm-Lhx6-c1 (Kat.-Nr. 422791), mm-Gad1 (Kat.-Nr. 400951). ). Die folgenden Opal-Fluorophore wurden zur Visualisierung verwendet: 520 (Kat.-Nr. FP1487001KT), 570 (Kat.-Nr. FP1488001KT) und 690 (Kat.-Nr. FP1497001KT). Z-Stapelbilder, die mit einem konfokalen Leica SP8-Mikroskop aufgenommen wurden, wurden exportiert und mit der HALO-Bildanalysesoftware (ISH Quantification Module; Indica Labs) analysiert, um Lhx6+, Grin1+ und Srr+ zu quantifizieren. Für E15 haben wir Platte 5 und für E18 Platte 335 verwendet.

Gehirnschnitte wurden dreimal in 1 × PBS gewaschen, eine Stunde lang in Blockierungspuffer (10 % Ziegenserum, 1 % BSA und 0,1 % Triton in PBS) inkubiert und dann über Nacht mit primären Antikörpern in Blockierungspuffer bei 4 °C inkubiert. Die verwendeten Primärantikörper waren Kaninchen-Anti-GABA (Kat.-Nr. A2052; 1:100), Kaninchen-Anti-Phospho-H3 (Kat.-Nr. 06-570; 1:150) und Meerschweinchen-Anti-Parvalbumin (Kat.-Nr. 195004; 1:500). ), Meerschweinchen-Anti-Somatostatin (Kat.-Nr. 366004; 1:300) und Maus-Anti-GAD67 (Kat.-Nr. MAB5406; 1:1000). Die Schnitte wurden in geeignetem Sekundärantikörper in Blockierungspuffer eine Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die verwendeten Sekundärantikörper waren Anti-Maus-Alexa-488-Konjugat, Anti-Kaninchen-Alexa-488-Konjugat, Anti-Meerschweinchen-Alexa-488 und Anti-Ziege-Alexa-647-Konjugat. Die Schnitte wurden dreimal mit 1 × PBS gewaschen, in Hoechst (Kat.-Nr. 3570) inkubiert, dreimal mit 1 × PBS gewaschen, montiert und mit ProLong® Gold Anti-Fade-Medium abgedeckt. Für unsere Experimente verwendeten wir Platte 335.

Embryonale Vorderhirne wurden in einer Lösung fixiert, die 3 % Glutaraldehyd (Kat.-Nr. 111-30-8, Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA), 1 % Paraformaldehyd (PFA, Kat.-Nr. 76240, Millipore Sigma) und 0,2 % Natriummetabisulfit (Kat.-Nr. S9000) enthielt , Millipore Sigma) und 10 U/ml Heparinsalz (Kat.-Nr. H3393, Millipore Sigma) über Nacht. Fixierte Gehirne wurden in Saccharose kryogeschützt und auf Trockeneispulver eingefroren. Die Gehirne wurden geschnitten (20 mM) und direkt auf einen Objektträger geklebt. Die Schnitte wurden dreimal 10 Minuten lang in 0,1 M PBS gewaschen, 10 Minuten lang in 0,5 % NaBH4 und 0,2 % Natriummetabisulfit in TBS (pH 7,4) inkubiert und dann dreimal 10 Minuten lang mit 1 × TBS gewaschen. Anschließend wurden die Schnitte 30 Minuten lang in 0,3 % H2O2 in TBS (pH 7,4) inkubiert, 10 Minuten lang dreimal mit 1 × TBS gewaschen und dann in einer Blockierungslösung bestehend aus TBS (pH 7,4) und 10 % normaler Ziege inkubiert Serum und 0,1 % Triton X-100 für 60 Min. Die Schnitte wurden dann zwei Nächte lang in Kaninchen-Anti-D-Serin (Kat.-Nr. ab6472 1:30.000) bei 4 °C in einer Blockierungslösung mit 5 mM L-Serin-BSA-Glutaraldehyd-Konjugat inkubiert. Nach zwei Nächten wurden die Schnitte dreimal mit 1× TBS gewaschen, gefolgt von einer 60-minütigen Inkubation in Ziegen-Anti-Rb-IMMPRESS-HRP-Reagens (Kat.-Nr. MP7451, Vector, Burlingame, CA) bei Raumtemperatur und dreimal mit 1× gewaschen TBS analysiert und durch 10-minütige Inkubation mit IMMPACT DAB (Kat.-Nr. SK4105, Vector) freigelegt. Schließlich wurden die Schnitte dreimal mit X TBS gewaschen und in zunehmender Ethanollösung (50 %, 70 %, 95 %, 100 %, 100 %) inkubiert, gefolgt von zwei 10-minütigen Xylol-Inkubationen.

Die Vorderhirne von E15 wurden gewogen, sofort wurden 10 Volumina 8 % Trichloressigsäure (TCA; T0699, Sigma) zugegeben und die Proben bei –80 °C gelagert. Die Gehirne wurden homogenisiert und der Überstand fünfmal mit wassergesättigtem Ether extrahiert, um TCA zu entfernen, und dann in 20 mM Boratpuffer bei pH 9,0 verdünnt. Die Proben wurden 50 s lang mit N-tert-Butyloxycarbonyl-l-cystein und o-Phthaldialdehyd (MilliporeSigma) unter Verwendung von 100 pmol L-2-Aminoadipinsäure (Millipore Sigma) als internem Standard derivatisiert. Die Proben wurden unter Verwendung von zwei gekoppelten Chromolith RP-18-Endcapping-100-4,6-HPLC-Säulen (Merck, Kenilworth, NJ) in einem Hitachi-HPLC-Gerät (Tokio, Japan), bestehend aus einer Pumpe (L-7100), einem automatischen Probengeber (L-7250), getrennt. Fluoreszenzdetektor (L-7485) und Entgaser (L-7614).

Mäuse wurden transkardial mit eiskaltem 1× PBS mit 10 U/ml Heparin perfundiert, bis die Flüssigkeit klar war, gefolgt von eiskaltem 4 % PFA. Extrahierte Gehirne wurden 24 Stunden lang bei 4 ° C in 4% iger PFA-Lösung nachfixiert. unter sanftem Schütteln. Die Gehirne wurden zweimal in PBS gewaschen und dann die Proben in PBS mit 0,02 % Natriumazid gelagert, bevor sie zur anschließenden Probenverarbeitung und Bildgebung an LifeCanvas Technologies (MA, USA) versandt wurden. Gehirne wurden mit SHIELD-Reagenz (LifeCanvas Technologies)36 konserviert. Gereinigte Gehirne wurden in SmartLabel (LifeCanvas Technologies, MA, USA) 24 Stunden lang immunmarkiert, wobei die folgenden Primärantikörper gegen Ziegen-Anti-PV (ab32895) verwendet wurden. Es wurden fluoreszierend konjugierte Sekundärantikörper gegen geeignete Spezies eingesetzt.36 Nach der Immunmarkierung wurden die Proben über Nacht bei 37 °C in 50 % EasyIndex (RI = 1,52, LifeCanvas Technologies) inkubiert, gefolgt von einer eintägigen Inkubation in 100 % EasyIndex zur Anpassung des Brechungsindex. Nach dem Indexabgleich wurden die Proben mit einem axial geschwenkten SmartSPIM-Lichtblattmikroskop mit 3,6x (0,2 NA) (LifeCanvas Technologies) abgebildet. Die Proben wurden mithilfe eines automatisierten Prozesses (Ausrichtung durch LifeCanvas Technologies) im Allen Brain Atlas (Allen Institute: https://portal.brain-map.org/) registriert. Ein NeuN-Kanal für jedes Gehirn wurde in einem durchschnittlichen NeuN-Atlas registriert (erstellt durch LCT unter Verwendung zuvor registrierter Proben). Die Registrierung wurde mit aufeinanderfolgenden starren, affinen und B-Spline-Warping-Algorithmen durchgeführt (SimpleElastix: https://simpleelastix.github.io/). Die automatisierte Zellerkennung wurde von LifeCanvas Technologies mithilfe eines benutzerdefinierten Faltungs-Neuronalen Netzwerks durchgeführt, das mit dem Tensorflow-Python-Paket (Google) erstellt wurde. Die Zellerkennung wurde von zwei Netzwerken nacheinander durchgeführt. Zunächst wurde ein vollständig faltendes Erkennungsnetzwerk (https://arxiv.org/abs/1605.06211v1) basierend auf einer U-Net-Architektur (https://arxiv.org/abs/1505.04597v1) verwendet, um mögliche positive Standorte zu finden . Zweitens wurde ein Faltungsnetzwerk unter Verwendung einer ResNet-Architektur (https://arxiv.org/abs/1512.03385v1) verwendet, um jeden Standort als positiv oder negativ zu klassifizieren. Unter Verwendung der zuvor berechneten Atlas-Registrierung wurde jede Zellposition auf den Allen Brain Atlas projiziert, um die Anzahl der Zellen für jede durch den Atlas definierte Region zu zählen.

Die Anzahl der PV-, Sst- und GAD67-Neuronen in PND16 WT und SR−/− PrL wurde mithilfe manueller Zählungen durch einen geschulten, genotypblinden Forscher unter Verwendung der StereoInvestigator-Software (MBF Bioscience) quantifiziert. Von jeder Maus wurden mindestens vier Schnitte analysiert (n = 4–6; Schnittintervall = 6), die von der rostralen zur kaudalen Position passten und sich über etwa −2,95 mm bis 1,42 mm Bregma (anterior/posterior) erstreckten. Die Zellen wurden mit 20-facher Vergrößerung gezählt, wobei Belichtungs- und Bildeinstellungen verwendet wurden, die über alle Abschnitte hinweg konsistent waren. Die Dichte wurde berechnet, indem die Anzahl der gezählten Zellen durch die gezählte Gesamtfläche dividiert wurde.

Männliche SRfl-Mäuse (gekennzeichnet als WT) und SR-/-Mäuse (P15) wurden tief mit Isofluran betäubt, gefolgt von einer Zervixluxation und Enthauptung37. Das Gehirn wurde schnell entfernt und in eiskaltes, sauerstoffhaltiges (95 % O2/5 % CO2) ACSF getaucht, das (in mm) wie folgt enthielt: 124 NaCl, 2,4 KCl, 25 NaHCO3, 1 NaH2PO4, 2 CaCl2, 1,2 MgSO4 und 10 Glukose (Sigma-Aldrich). Die Gehirne wurden schnell entfernt und 350 µm große koronale Schnitte aus dem mPFC wurden auf einem Leica VT1200 Vibratom (Buffalo Grove, IL) in eiskaltem, sauerstoffhaltigem (95 % O2/5 % CO2) ACSF geschnitten. Die Schnitte wurden 20 Minuten lang (bei 32 °C) inkubiert und dann in Tauchkammern aufbewahrt, die bei Raumtemperatur kontinuierlich mit sauerstoffhaltigem (95 % O2/5 % CO2) ACSF perfundiert wurden (2–3 ml/min). Erholen Sie sich vor der Aufnahme mindestens 1,5–2 Stunden lang. Kurz vor Beginn der Experimente wurden die Schnitte in eine Tauchkammer auf einem aufrechten Olympus-Mikroskop überführt und mit normalem ACSF, gesättigt mit 95 % O2/5 % CO2, unter Verwendung eines Temperaturreglers (Medical System Corp.) auf 30,4 °C erwärmt.

Pyramidenneuronen der Schicht 2/3 wurden durch Infrarot-Differential-Interferenz-Kontrastmikroskopie sichtbar gemacht, und Stromklemmenaufzeichnungen wurden unter Verwendung von Borosilikat-Aufzeichnungselektroden (3–5 MΩ) durchgeführt, die mit einer K+-basierten Elektrodenfülllösung gefüllt waren, die (in mM) -135 K- enthielt. Gluconat, 5 NaCl, 10 HEPES, 2 MgCl2, 0,2 EGTA, 10 Na2-Phosphokreatin, 4 Na-ATP, 0,4 Na-GTP (pH = 7,3, 290 mOsm). Um evozierte postsynaptische Potentiale (PSPs) zu messen, wurde eine bipolare Nichromdraht-Stimulationselektrode (MicroProbes) oberflächlich dort platziert, wo Schicht 5 erscheint, und Stromklemmenaufzeichnungen bei einem Haltepotential von –60 mV wurden von den Pyramidenneuronen der Schicht 2/3 in Abwesenheit durchgeführt von synaptischen Blockern. Das E/I-Verhältnis wurde aus gemittelten, von der Grundlinie subtrahierten Spuren als maximale Depolarisationsamplitude (in mV) dividiert durch die maximale Hyperpolarisationsamplitude in den 600 ms nach dem Reiz berechnet.

Statistische Analysen wurden mit Prism 9 (GraphPad Software, San Diego, CA, USA) durchgeführt. Wir verwendeten ungepaarte t-Tests, um die Genotypen für die Dichte des Neokortex und des prälimbischen Kortex sowie E/I zu vergleichen. Das aus EPSP- und IPSP-Spitzenamplituden berechnete E/I-Verhältnis in PrL-Pyramidenzellen wurde mithilfe von Student-t-Tests verglichen. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001.

Alle während dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem veröffentlichten Artikel enthalten.

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Abteilung für grundlegende Neurowissenschaften, McLean Hospital, Belmont, MA, 02478, USA

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James M. McNally

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OOF, SEB, JB, TLH, SAJ, IR, HW, JMM, JAG, AV, DTB führten molekulare Experimente durch und analysierten sie. SAJ und JAG führten elektrophysiologische Experimente durch und analysierten sie. Von OOF, JB, HW, JMM, JAG, AV und DTB entworfene Experimente. OOF, SEB, DTB haben Manuskript geschrieben. OOF, SEB, JB, TLH, SAJ, IR, HW, JMM, JAG, AV, DTB bearbeitetes Manuskript.

Korrespondenz mit Oluwarotimi O. Folorunso.

HW ist Mitglied des Beirats von Spirify Pharma. Andere Autoren geben an, dass keine konkurrierenden finanziellen Interessen bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Folorunso, OO, Brown, SE, Baruah, J. et al. Die Verfügbarkeit von D-Serin moduliert die Entwicklung hemmender Interneurone im präfrontalen Kortex und die Reifung der Schaltkreise. Sci Rep 13, 9595 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-35615-5

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Eingegangen: 14. März 2023

Angenommen: 21. Mai 2023

Veröffentlicht: 13. Juni 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-35615-5

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